Biologia na Zootecnia

quarta-feira, 4 de dezembro de 2013

Extração do DNA da Banana

Aula prática n° 11

Introdução

O DNA tem papel importante para os seres vivos, ele é responsável por todas as informações genéticas necessárias para a criação de um organismo, ele controla toda a atividade celular que é transformada de geração em geração. Utilizando procedimentos e instrumentos muito simples é possível extrair o DNA e visualizá-lo sob forma de filamentos brancos.

Objetivo

Esta atividade teve como objetivo extrair o DNA das células da banana para visualização do mesmo.

Material

01 banana
02 copos
100g de gelo
1 punhado de sal
10 ml de álcool comercial gelado
10 ml de detergente
01 lamparina (fonte de fogo)
100 ml de água destilada
01 proveta de 10ml
01 funil
01 peneirinha
01 almofariz e pistilo

Procedimentos

Amassou-se as bananas no almofariz, colocou-se um pouco mais que uma pitada de sal, 10ml de detergente de cozinha e mais 100ml de água destilada.Após aquecer na fonte de fogo ate ferver, tirou da lamparina e peneirou, utilizando gelo forrado numa bandeja, foi colocada uma proveta sobre o gelo, peneirando o produto aquecido sobre a proveta que se encontra dentre o gelo.O conteúdo filtrado foi dividido em dois tubos de ensaio em seguida foram adicionados 10 ml de álcool a uma temperatura acima de -20°, o ideal seria a uma temperatura de -20°.

Resultados

Foto onde foi possível ver o DNA em forma esbranquiçada:

Foto: Mariana Antunes

Conclusão

Pode observar duas fases após a adição do álcool previamente resfriado, na parte inferior da proveta formou-se uma fase aquosa e na parte superior ou sobrenadante formou-se a fase alcoólica. A trituração da banana foi realizada para romper as paredes e membranas celulares, possibilitando a liberação do conteúdo celular. Já a filtração permitiu a separação das paredes celulares e membranas citoplasmáticas do restante do conteúdo celular. O detergente atuou na dispersão do principal fator, que é o DNA para a solução. O sal contribui com a neutralização da carga negativa do DNA, precipitando-o em solução aquosa.

Referência

LACERDA, G.A. Manual de Aulas Práticas em Biologia Celular. Janaúba: UNIMONTES, Faculdade de Zootecnia, 2013

Atividade da Catalase in Vitro

Aula prática n° 10

Introdução

A catalase é uma enzima produzida pelos animais e vegetais, introduzida de forma geral, que degrada o Peróxido de Hidrogênio (H2O2 – água oxigenada) em H2O e oxigênio livre. A ação dessa enzima é extremamente rápida. A catalase é largamente distribuída na natureza, estando presente em tecidos animais, vegetais e em bactérias. A concentração é alta no fígado de mamíferos, podendo ser detectada em humanos na sexta semana de desenvolvimento embrionário normal. Os peroxissomos são bolsas membranosas que contém alguns tipos de enzimas digestivos, além disso contém grandes enzimas de catalase, em que tem como função armazenar enzimas que catalisam o peróxido de Hidrogênio ( água oxigenada – H2O2 ) . No fígado, a catalase está confinada aos peroxissomos e, secundariamente, nas mitocôndrias. A catalase é produzida no retículo endoplasmático rugoso e acumulada dentro da célula em organelas denominadas de Peroxissomos. O peróxido de hidrogênio acumula-se na célula como subproduto de várias reações químicas e é degradado pela catalase.

Objetivo

Observar a atuação da enzima catalase produzida no fígado para a degradação do peróxido de hidrogênio, e para que nós acadêmicos do primeiro período de zootecnia, relatar os fatores que influenciam na sua atividade enzimática.

Material

· 04 frascos de penicilina ou tubos de ensaio;
· 05 gramas de areia fina lavada;
· 10 mililitros de água oxigenada, 10 volumes;
· 01 almofariz com pistilo;
· 10 gramas de Fígado cru fresco cortado em pedaços iguais;
· 10 gramas de fígado fervido cortado em pedaços iguais;
· 01 Lamparina;
· 01 Isqueiro ou fósforo;
· 01 Proveta de 10 ou de 100 mililitros;
· 01 Espátula ou colher de café
· 01 caneta de retroprojetor

Procedimentos

Rotular os frascos de penicilina de 01 a 04 e na sequência realizar os seguintes experimentos

· Tubo 1 - Adicionar 2 ml de água oxigenada cremosa diluída em água mais dois pedaços de fígado cru;

· Tubo 2 – Adicionar 2 ml de água oxigenada diluída em água mais um pouco de areia.

Em seguida, triturar um pedaço de fígado, do mesmo tamanho utilizado no tubo 1, com o auxílio do almofariz com areia.

· Tubo 3 – Adicionar 2 mililitros de água oxigenada mais um pedaço de fígado cru macerado com areia no almofariz;

· Tubo 4 – Adicionar 2 mililitros de água oxigenada mais um pedaço de fígado previamente fervido.

Resultados

Foto: Emannuelle Alves

No tubo 1, a catálise do fígado entrou em contato com a água oxigenada, em seguida foi liberado o oxigênio na reação.

No tubo 2, quando foi colocada a areia, não ocorreu nada, devido a areia não interagir e nem precipitar com a água oxigenada

No tubo 3, com o fígado cru macerado, a areia vai ajudar as células do tecido a se separarem, assim aumentando a velocidade da reação.

No tubo 4, O fígado previamente fervido desnaturou a catalase.

Conclusão

Concluímos, que nesta prática, foi importante para que observássemos as enzimas da catalase produzida no fígado cru e no fígado cozido, com a água oxigenada ( peróxido de hidrogênio ). Portanto, vimos que os resultados obtidos no experimento, foi de acordo com o professor, para que realizássemos a prática utilizando os materiais necessários de maneira correta.

Referência

LACERDA, G. A. Manual de Aulas Práticas em Biologia Celular. Janaúba: UNIMONTES, Faculdade de Zootecnia, 2013.

http://biologia-na-zootecnia.blogspot.com.br/2013/07/atividade-de-catalase-in-vitro.html

OBSERVAÇÃO HISTOLÓGICA DE ORGANELAS CITOPLASMÁTICAS

Aula prática n° 9

Introdução

No dia 19/11/2013 (terça-feira), foi ministrada pelo Professor Dr. Guilherme Araújo Lacerda a nona aula prática, onde nos acadêmicos fizemos a observação histológica de organelas citoplasmáticas. Onde o termo organela é usado para descrever várias estruturas com funções especializadas, delimitadas por uma membrana própria, suspensas no citoplasmas das células vivas.

Objetivo

Identificar organelas celulares (complexo de Golgi e retículo endoplasmático) relacionando-as a suas funções nos órgãos avaliados.

Material

- 01 Microscópio óptico (MO);
- Lâminas n° 1,2,3,68
- Óleo de imersão

Procedimentos

Ø Foi visualizadas todas a laminas em um microscópio óptico uma por vez e em todas as objetivas , sendo que na objetiva de 100x foi utilizado o óleo de imersão.

Resultados

Ø No experimento realizado observaram-se as estruturas do complexo de golgi , mitocôndria, glicogênio e pâncreas.

Foto: Paulo Henrique

Discussão

Um experimento em laboratório realizado permite aos alunos observar as estruturas citadas a cima.

Conclusão

A partir do experimento realizado em laboratório concluiu-se que: A aula pratica em laboratório facilita o aprendizado do aluno, além do conhecimento de novas organelas;

Referência

- JUNQUEIRA,Luis C.Uchôa;Carneiro,José

Biologia celular e molecular;8.ed.-Rio de Janeiro:Guanabara Koogan,2005

PLAMÓLISE E DESPLAMÓLISE EM CÉLULAS VEGETAIS

PLASMÓLISE E DEPLASMÓLISE EM CÉLULAS VEGETAIS

Aula prática n° 8

Introdução

Neta 8° aula pratica, ministrada pelo professor Guilherme sobre plasmólise e deplasmólise em células vegetais, sendo plasmólise, a vetação do volume da células Poe perda de água. Este fenômeno se da quando a celular é colocada em meio hipertônico, ou seja, quando o meio exterior é mais concentrado que o citoplasma e a célula perde água por osmose. Deplasmólise fenômeno em verso das plasmólise, isto é quando a célula plasmolisada(desidratada) é colocada em um meio hipotônico, a mesma retorna ao seu volume original.

Objetivo

Determina o efeito da concentração do soluto nas células vegetais pela plasmólise e deplasmólise.

Material

· 01 Microscópio óptico (MO);
· 02 Lâminas;
· 02 Lamínulas;
· 01 Catáfilo de cebola Allium cepa (Liliacease);
· 01 Folha de Tradescantia purpúrea;
· 02 Placas de Petri;
· Corante (vermelho neutro ou azul de metileno);
· 01 Lâmina de barbear
· 01 Pincel;
· 01 Pinça;
· 01 Cotas-gotas
· 05 ml de água destilada ou de torneira.

Procedimentos

Retirar epidermes da parte externa dos catafilos de cebola- folhas modificadas que formam a cebola de uso doméstico, com a ajuda da pinça e uma lâmina de barbear. Colocar os cortes obtidos em água destilada ou em água de torneira por dez minutos em uma placa de Petri. Após o tempo, retirar os cortes e transferi-los para lâmina, colocar uma gota do corante e cobrir com a lamínula. Observa ao microscópio óptico e desenha. Acrescentar uma gota de solução de sacarose concentrada. Substitua a solução concentrada de sacarose por água destilada. Repetir os procedimentos com a folha de Tradescantia purpura.

Resultados

Quando a célula está em meio hipertônico, perde água e seu citoplasma se retrai, deslocando a membrana plasmática da parede celular.

Foto: Jamille Silva

Conclusão

A célula plasmolisada quando é colocada num meio hipertônico, imediatamente ocorre a saída de água para a solução de maior concentração e a perda de solvente faz com que a célula fique flácida. Se ainda assim a célula continuar a perder água, acontece o que chamamos de plasmólise. A célula plasmolisada tem a membrana celular separada da parede celular, fase essa que só é revertida através da deplasmólise que acontece quando a concentração da solução se altera e há entrada de água na célula que volta a ficar túrgida. Em suma, a concentração do meio externo faz com que haja entrada ou saída de água também nas células vegetais, a diferença é que o vacúolo de suco celular define o poder osmótico dessas células. Por possuir uma solução de açúcares, sais e proteínas, e a concentração dessa solução é fundamental durante a osmose.

Referência

LACERDA, G.A. Manual de Aulas Práticas em Biologia Celular. Janaúba: UNIMONTES, Faculdade de Zootecnia, 2013.

DESPLASMÓLISE, Wikipédia. <disponível em>: http://pt.wikipedia.org/wiki/Deplasm%C3%B3lise

http://www.sobiologia.com.br/conteudos/Citologia/cito11.php

OBSERVAÇÃO HISTOLÓGICA DE CÍLIOS E FLAGELOS

OBSERVAÇÃO HISTOLÓGICA DE CÍLIOS E FLAGELOS

Prática nº 7

Introdução

No dia 15/10/2013 (terça-feira) foi ministrada pelo Professor Dr. Guilherme Araújo Lacerda a sétima aula prática em laboratório de Biologia da UNIMONTES – Janaúba, onde os alunos do 1º período de zootecnia observaram os cílios e flagelos em cortes histológicos de traqueia e epidídimo. Os cílios e os flagelos são estruturas citoplasmáticas anexas à membrana plasmática das células, tendo origem a partir do prolongamento dos centríolos, constituídos de proteínas motoras (dineínas) formando um conjunto de micro túbulos. O comprimento é variado, sendo os cílios mais curtos e em maior quantidade na superfície da célula, enquanto os flagelos são mais longos e geralmente pouco numerosos. Os cílios são estruturas móveis e alongadas que estão na superfície das células Epiteliais Ciliadas. O movimento ciliar é geralmente coordenado, provocando uma corrente de fluido em uma só direção, na superfície das células Epiteliais ciliadas, temos como exemplo a traqueia. Já os flagelos são encontrados nos mamíferos somente nos espermatozoides, tem uma estrutura semelhante à dos cílios. Diferem, entretanto em suas dimensões, sendo mais longos que estes. A função desempenhada pelos cílios e os flagelos é basicamente locomotora, a exemplo dos organismos unicelulares protistas e espermatozoide. Contudo, os cílios também estão presentes em tecidos do trato respiratório (na traqueia), onde realizam função de defesa (retenção e eliminação de partículas e micro-organismos). A composição de ambos é similar, partindo da extremidade basal (cinetossomo ou corpúsculo basal) três grupos de filamentos proteicos, os micro túbulos. Da região mediana em diante, apenas dois desses filamentos se estendem, permitindo maior flexibilidade ao movimento.

Objetivo

Identificar os princípios elementos celulares ( cilios e flagelos) e histologicos da traqueia e do epidídimo relacionando-os aos micro túbulos.

Material

• 1 microscópio ótico

• 1 altas de histologia do sistema reprodutor masculino

• Lâminas nº73 (corte histológico de traquéia)

• Lâminas nº 83 (corte histológico de epidídimo)

Procedimento

1 ◘ Observamos os cortes histológicos de traquéia na Lâmina 73 e o de epidídimo na lâmina 83.

2 ◘ Identificamos nas objetivas de 4x, 10x, 40x e comparamos com as estruturas celulares e histológicas ali apresentadas, comparando-as aos esquemas do atlas.

3 ◘ E por fim capturamos imagens do resultado das identificações nas objetivas, a identificação do órgão, tecidos e estruturas celulares.

Resultados

Figura 1 traqueia: Visualização na objetiva de 4x. (Sarah Gusmão)

Nessa figura é possível observar a mucosa traqueal onde ficam o epitélio pseudoestratificado cilíndrico ciliado e o tecido conjuntivo frouxo. Podem ser observadas veias com hemácias no seu interior. É também possível observar-se o tecido cartilaginoso hialino.

Figura 2 traqueia: Visualização na objetiva de 10x. (Sarah Gusmão)

Nessa figura é possível observar-se claramente a mucosa traqueal. Chama a atenção o epitélio pseudoestratificado cilíndrico ciliado onde ficam as células cilíndricas ciliadas, células basais e células caliciformes. É possível também observar o tecido conjuntivo frouxo com vasos sanguíneos e glândulas

Figura 3 traqueia: Visualização na objetiva de 40x. (Sarah Gusmão)

Nessa figura é possível observar em detalhes o tecido cartilaginoso hialino. Dos dois lados da cartilagem, é possível ver uma membrana conjuntiva responsável pelo crescimento aposicional. No pericôndrio há uma camada mais celular e outra mais fibrosa. A camada celular é a mais interna ficando junto da cartilagem propriamente dita, enquanto a camada fibrosa é a mais externa. Podemos observar também nessa cartilagem, a matriz cartilaginosa formada de fibras colágenas. Na parte superior aparece o músculo liso da traquéia.

Conclusão

Com essa aula, podemos concluir que foi de suma importância, pois aprimoramos nossos conhecimentos adquiridos em sala na aula pratica em laboratório. Reforçamos que as funções dos cílios e flagelos são a locomoção da Célula, movimentação de Líquido Extracelular, limpeza das Vias Respiratórias. E que são estruturas móveis, que podem ser encontradas tantos em unicelulares como em organismos complexos. E vale lembra que os cílios são numerosos e curtos e os flagelos são longos , existindo um , ou poucos numa célula.

Referência

· http://www.bioaulas.com.br/aulas/2006/histologia/apostilas/apostila_histologia_basica/apostila_histologia_basica_demo.pdf

· LACERDA, G. A. O microscópio de luz. Disponível em: <http://guibiologia.blogspot.com.br/2012/08/pratica-01-o-microscopio-de-luz.html>

· LACERDA, G. A. Manual de aulas práticas em biologia celular (apostila). Disponível para xerox em: <UNIMONTES/ Campus Janaúba - MG>

· SOARES, C.P.; SILVA, N.S. Práticas de biologia celular. Disponível em: <http://www.slideshare.net/DanielDelani/aulas-prticas-de-bio-cel>

· JUNQUEIRA E CARNEIRO (2005), livro didático. Disponível na Biblioteca da UNIMONTES – Campus Janaúba – MG/ para fins de estudo, trabalhos e Xerox.

· OLIVEIRA, Fernando de ; SAITO, Maria Lúcia. Praticas de Morfologia Vegetal. Editora Atheneu: São Paulo, 2000. p. 1-5.

· http://www.mundoeducacao.com/biologia/cilios-flagelos.htm

· https://sites.google.com/site/histologiageraleaplicada/tecido-epitelial

http://w3.ufsm.br/labhisto/trabalhos/t%DAcnica%20de%20histologia.pdf

segunda-feira, 2 de dezembro de 2013

CICLOSE - UM MOVIMENTO CELULAR

Aula prática n°6

CICLOSE - UM MOVIMENTO CELULAR

1_Introdução

No interior da célula ocorre um movimento intracelular que é de grande importância, para que possa ocorre o posicionamento de organelas e as reações que na mesma ocorre, podemos incluir também a síntese protéica, além de haver a troca de substâncias. Nas células dos vegetais esse movimento é chamado ciclose, devido ele ser realizado no sentido circular em torno do vacúolo central, de forma constante.

2_Objetivo

Essa aula prática teve como objetivo observar e identificar o movimento citoplasmático e as organelas presentes nas células vegetais.

3_Material e Métodos

3.1_ Material

01 Folha da planta aquática Elode

01 Microscópio óptico

01 Lâminas

01 Lamínula

01 Conta gotas

01 Placa de Petri

01 Gota de água

3.2 Métodos

• Colete uma folha da Planta aquática Elodea ,e a coloque no centro de uma lâmina pingue uma gota de água por cima da planta com o auxilio do conta –gotas e fixe a folha com uma lamínula.

• Ligou-se o microscópio e fixou-se a lâmina com a presilha sobre a platina do microscópio

• A primeira lenta objetiva utilizada foi a vermelha que o seu aumento é de 40x.

• Logo após essa observação mudou-se de objetiva que passou da vermelha para objetiva amarela 10x,ou seja ouve um aumento de 100 vezes da imagem

• Substituiu-se a objetiva amarela pela a azul com aumenta de 40x, obtendo resultado do aumenta da folha Elodea pois a folha já pode ser vista 400 vezes maior

• Após todos os procedimentos os matérias devem ser limpos cuidadosamente e o microscópio desligado.

4_ Resultados

As células da folha da Elodea foram vistas sem a utilização de corantes, somente com água. Logo após a focalização com o aumento de 40x obteve-se uma imagem com muitas células vegetais em pequenas formas todas interligadas entre se, sendo vistas suas patrdes celulares.

Figura 1: Micrografia da folha de Elodea, na objetiva de 4x ( Mariana Antunes).

Mudou-se para o aumento da objetiva de 40x, e com ele obteve-se uma maior imagem das células e de seus agrupamentos de cloroplastos.

Figura 2: Micrografia da folha de Elodea, na objetiva de 40x ( Mariana Antunes).

Com o aumento da objetiva de 100x é possível a visualização dos cloroplastos presentes na folha de Elodea. Os cloroplastos são organelas de formato arredondado e de coloração verde, que se encontram espalhados ao redor do centro das células, possível localização do vacúolo central e em movimento que são próximos á parede celular, este movimento é denominado de ciclose.

Figura 3: Micrografia da folha de Elodea, na objetiva de 100x ( Mariana Antunes).

5_ Conclusão

Com essa aula, pôde-se conhecer melhor as estruturas de uma célula vegetal e identificar o movimento que ocorre em seu citoplasma. Entendo o modo que a organela irá se encontrar em movimento no citoplasma.

6_ Referencia

1. Elodea (Egeria densa). site contendo informações sobre a planta aquática elodea.

Disponível em: <http://objetoseducacionais2.mec.gov.br/bitstream/handle/mec/21426/Corr_E_2_2_17_osmose.pdf?sequence=3> . Acesso 31/10/2013

domingo, 24 de novembro de 2013

Proteínas__ Albumina: Ph e temperatura

Aula prática n°5

Proteínas- Albumina: Ph e Temperatura

Introdução

As proteínas são as moléculas orgânicas mais abundantes e importantes nas células e perfazem 50% ou mais de seu peso seco. São encontradas em todas as partes de todas as células, uma vez que são fundamentais sob todos os aspectos da estrutura e função celulares, existem muitas espécies diferentes de proteína, cada uma especializada para uma função biológica diversa, além disso, a maior parte da informação genética é expressa pelas proteínas.

O ovo é uma grande fonte de proteínas já que na clara do ovo tem grande concentração de albumina que é uma proteína de alto valor biológico, de excelente biodisponibilidade (facilmente aproveitada pelo organismo e fácil digestão).

2. Objetivo

Verificar a alteração da albumina em função da manduça de Ph e da temperatura.

3. Material

Clara de ovo;
Vinagre;
Tubos de penicilina;
Pipeta de Pasteur.

4. Métodos

Em tubo de penicilina foi posto uma pequena quantidade de clara de ovo e adicionado 5 gotas de acido acético na mesma.

Em um outro tubo foi colocado uma quantidade de clara, porem sem adição de nada.

Colocou-se ambos sobre a chapa improvisada (usando o abafador do fogareiro).

A partir daí reações e alterações foram observadas.

5. Resultados

Notou-se que no tubo em que se adicionou o vinagre, originou-se um "coagulo" nas proteínas.

Foto: Liza Caroline

E ja ao esquentarmos, no recipiente em que o ' coagulo' havia se formado, permanece, no entanto o outro sem vinagre é rápida sua aglutinação.

6. Conclusão

Esse processo em que acontece com a proteína quando exposta a condição como variação de temperatura, mudanças de Ph chamada desnaturação é onde mudamos a conformação da proteína, ela perde suas propriedades e sua estrutura tridimensional. Esse fenômeno promove alterações que diminuem a solubilidade da proteína por isso sua precipitação.

7. Referencias

LACERDA, G. A. Manual de Aulas Práticas em Biologia Celular. Janaúba: UNIMONTES, Faculdade de Zootecnia, 2013.

FRACIONAMENTO CELULAR – SEPARAÇÃO DE ORGANELAS E MACROMOLECULAS

Aula prática n°4

Fracionamento celular_ Separação de organelas e macromoléculas

1_ Introdução

Aula pratica ministrada pelo professor Guilherme Lacerda, onde foi estudado o fracionamento celular com a planta Tradescantia purpúrea para separar seus cloroplastos. O fracionamento celular consiste na separação, por centrifugação, das estruturas sub-celulares, após rompimento das células. As células podem ser rompidas de várias maneiras, sendo a técnica mais comum, o emprego um pilão plástico rotativo dentro de um tubo. O espaço entre o pilão e a parede do tubo deve ser suficiente para romper as células provocando um mínimo de danos nos organitos. Os fragmentos de retículo endoplasmático unem-se e formam vesículas isoláveis, os microssomos. Utilizando porções de tecido ou células em cultura, obtém-se uma suspensão homogeneizada. É essa suspensão que será sujeita a centrifugação.

2_ Objetivo

Separar os componentes celulares através do fracionamento por centrifugação para o estudo da organização molecular e do funcionamento da célula.

3_ Material

02 a 04 Tubo de microcentrifuga;
01 Almofariz e pistilo;
Pipeta de Pasteur;
Centrifuga;
Detergente de louça;
Folhas variegadas;
Vinagre.

4_ Métodos

Colocou-se 3 mL de água acidulada em um almofariz, em seguida esmagou nessa solução 2 a 3 folhas variegadas com um pistilo.

Transferiu-se com uma pipeta de Pasteur a parte líquida do homogeneizado para um tubo de minicentrífuga e centrifugou rapidamente (15 seg) para retirar fibras de celulose e outros resíduos maiores. Transferiu-se o sobrenadante para um novo tubo e centrifugou por 5 minutos. Transferiu-se o sobrenadante para um novo tubo. Com a pipeta Pasteur, suspenda o precipitado (cloroplastos) em água acidulada. Acrescentou-se uma gota de detergente no tubo contendo a solução “verde” e em seguida agitou-se o tubo por mais ou menos um minuto. Centrifugou por mais cinco minutos os tubos com o sobrenadante (“solução roxa”) e com o precipitado (“solução verde”). E por final observou o que aconteceu.

5_ Resultados

Foto: Geraldo

Pode-se ver claramente, após a centrifugação, que o sobrenadante é um líquido roxo, pela presença do pigmento hidrossolúvel antocianina.No fundo do tubo fica um precipitado verde, pela presença dos cloroplastos, que são organelas grandes e por isso vão para o fundo do tubo.

Foto: Geraldo

O líquido do tubo fica “todo verde”, porque ao destruir os cloroplastos o detergente “libera” a clorofila. Como esta é uma pequena molécula, a força centrífuga aplicada não consegue precipitá-la, como também não precipita a antocianina, que também é uma molécula pequena.

Foto: Geraldo

6_ Conclusão

Concluirmos que ao colocar as folhas na micro centrifuga com o detergente e fizemos a centrifugação e notamos que o detergente destrói os cloroplastos ficando o clorofila submerso.

7_ Referencias

http://www.youtube.com/watch?v=Jq_qrxp4H-M ( video da 1° turma zootecnia 2013)

http://materiais.dbio.uevora.pt/jaraujo/biocel/fracciontecnicas.htm

http://biologia-na-zootecnia.blogspot.com.br/2013/07/fracionamento-celular-separacao-de.html

DE ROBERTIS, E. D. P. Biologia Celular e Molecular. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan S. A. 2003
MAIA, T. Aula prática 4 - relatório 3 - Fracionamento celular, disponível em: <

sábado, 16 de novembro de 2013

CROMATOGRAFIA DE PIGMENTOS VEGETAIS EM PAPEL

Aula Prática n°3

Cromatografia de pigmentos vegetais em papel

Introdução

No dia 03/10/2013 (terça-feira), foi ministrada pelo Professor Dr. Guilherme Araujo Lacerda a terceira aula pratica, onde os acadêmicos observaram a clorofila em duas soluções uma feita com Álcool etílico, e a outra feita com acetona comercial. Utilizamos a câmara de cromatográfica para separar as substancias que dão a cor as folhas com auxilio de uma folha de papel oficio.

Objetivo

Extrair e diferenciar diferentes pigmentos vegetais pela técnica de cromatografia em papel.

Material

• 02 a 05 folhas variegadas (diferentes cores)

• 1 almofariz e pistilo

• 20 ml de álcool etílico comercial 54° GL

• 20 ml de solução acetona comercial

• 01 folha de papel filtro (na falta do papel filtro utilizamos papel oficio)

• 02 Câmaras cromatográficas (frascos com tampa seladora)

• 01 proveta

• 01 tesoura

• 01 Régua.

Métodos

Escolher três folhas e colocar no almofariz e ir macerando com o pistilo adicionando 10ml de álcool aos poucos

Repetir o mesmo procedimento acima só que com a solução de acetona comercial.

Coar o extrato pra separa a parte liquida do resto das folhas.

Colocar em uma câmera cromatográfica a solução feita com álcool etílico e em outra câmera colocar a solução feita com acetona comercial.

Colocado dentro de cada câmera cromatográfica um pedaço do papel que foi cortado com auxilio de uma tesoura para ser feita a cromatografia que durou um tempo de 5 minutos.

Foi retirado o papel oficio e podemos observa quanto cada extrato absorveu.

Resultados

No experimento realizado observaram-se a quantidade de clorofila num extrato de solução de acetona comercial e em outro extrato feito com álcool etílico.

Foto: Jessica Leal

Discussão

O experimento em laboratório realizado permitiu aos alunos observar a clorofila em duas soluções: A de álcool etílico e a de acetona comercial.

Conclusão

A partir do experimento realizado em laboratório concluiu-se que: A aula pratica em laboratório facilita o aprendizado do aluno; experimentos de analises de clorofilas em diferentes soluções com o uso da câmara de cromatografia e aprimorar o conhecimento sobre o esse assunto.

Referência

LACERDA, G. A. Manual de Aulas Práticas em Biologia Celular. Janaúba: UNIMONTES, Faculdade de Zootecnia, 2013.
CECCHI, H. M. Fundamentos Teóricos e Práticos em Análise de Alimentos, 2ª ed. rev. Editora Unicamp. Campinas - SP, 2009.
LACERDA, G. A. O microscópio de luz. Disponível em:
< http://guibiologia.blogspot.com.br/2013/03/pratica-0032013-cromatografia-de.html>